Ⅰ 包涵體的實驗方法
1、機械破碎
2、超聲破碎
3、化學方法破碎 可以破壞蛋白的次級鍵從而增溶蛋白。如有人在pH>9.0溶解牛生長激素和牛凝乳蛋白酶包涵體。有些蛋白可以溶解在60mMHCl中。這些方法只適合於少部分蛋白的增溶。
變性劑的使用濃度和作用時間：一般在偏鹼性性的環境中如pH8.0-9.0，尿素在鹼性環境中不睜團穩定，一般不要超過pH1.0。有些蛋白只能用鹽酸胍如IL-4。增溶時一般室溫過夜，但鹽酸胍在37度1小時便可以使多數蛋白完全變性溶解。 通過緩慢去除變性劑使目標蛋白從變性的完全伸展狀態恢復到正常的折疊結構，同時去除還原劑使二硫鍵正常形成。一般在尿素濃度4M左右時復性過程開始，到2M左右時結束。對於鹽酸胍而言，可以從4M開始，到1.5M 時復性過程已經結束。
復性中常採用
稀釋復性：直接加入水或緩沖液，放置過夜，缺點是體積增加較大，變性劑稀釋速度太快，不易控制。
透析復性：好處是不增加體積，通過逐漸降低外透液濃度來控制變性劑去除速度，有人稱易形成沉澱，且不適合大規模操作，無法應用到生產規模。超濾復性：在悉凱橘生產中較多的使用，規模較大，易於對透析速度進行控制，缺點是不適合樣品量較少的情況，且有些蛋白可能在超濾過程中不可逆的變性。
柱上復性：是研究較多並成功的在生產中應用的一種復性方法，如華北制葯的G-CSF復性據說是通過柱上復性進行的。常用於復性的層析方法有SEC、HIC等。 還原劑一般和變性劑的去除一起慢慢的氧化去除，使二硫鍵慢慢形成。但是由於二硫鍵的形成並不是蛋白質正確折疊所必須的，可以考慮在變性劑完全去除之後，在去除還原劑使已經按照正確的結構相互接近的巰基間形成正確的二硫鍵。
常用的氧化方法有：
空氣氧化法：在鹼性條件下通空氣，或者加入二價銅離子，能夠取得更好的效果，缺點是不易控制氧化還原電勢。
氧化還原電對（redox）：常採用GSSG/GSH，通過調整兩者的比例來控制較精確的氧化還原電勢，也可以在添加了還原劑如BME、DTT的增溶液中直接加入GSSG，如：5mMGSSG/2mM DTT=GSH/GSSG(1.33/1）。 1、共溶劑：如PEG6000-20000，據說可以可逆的修飾折疊中間體的疏水集團，此外由於阻止了蛋白質分子間的相互接觸的機會，也可能對復性效率的提高起作用。一般的使用濃度在0.1%左右，具體條件可根據實驗條件確定。
2、二硫鍵異構酶（PDI）和脯氨酸異構酶（PPI）：PDI可以使錯配的二硫鍵打開並重新組合，從而有利於恢復到正常的結構，此外在復性過程中蛋白質的脯氨酸兩種構象間的孫畢轉變需要較高能量，常常是復性過程中的限速步驟，而PPI的作用是促進兩種構象間的轉變，從而促進復性的進行。
3、分子伴侶，即熱休克蛋白（HSP），是一種沒有蛋白質特異性的促進折疊的蛋白因子，研究發現很多蛋白在缺乏分子伴侶時無法自己正確的折疊。有人構建了與伴侶分子共同表達的菌株，據說效果不錯。不過在生產中還沒有看到2和3的應用的例子。
4、0.4-0.6ML-Arg：成功的應用於很多蛋白如t-PA的復性中，可以抑制二聚體的形成。
5、甘油等：增加黏度，減少分子碰撞機會，一般使用濃度在%5-30%。
6、一定的鹽濃度，可能是為了降低某些帶電集團間的斥力，有利於蛋白質的折疊。
7、輔助因子：添加蛋白質活性狀態必須的輔助因子如輔酶輔基等或蛋白配體等很多時候對蛋白質正確的折疊是有利的。
8、色譜法：通過將目標蛋白結合到層析柱上，減少蛋白分子間的相互影響，該方法得到越來越多的應用，常用的色譜有SEC、HIC、IEC、IMAC等。
當然，雖然有很多所謂的理性的復性方案設計，復性工作更多的是一個經驗的過程，沒有一種通用的方法可以套用。 根據具體的蛋白性質和需要，可以從生化、免疫、物理性質等方面對蛋白質的復性效率進行檢測。
1、凝膠電泳：一般可以用非變性的聚丙烯醯胺凝膠電泳可以檢測變性和天然狀態的蛋白質，或用非還原的聚丙烯醯胺電泳檢測有二硫鍵的蛋白復性後二硫鍵的配對情況。
2、光譜學方法：可以用紫外差光譜、熒光光譜、圓二色性光譜（CD）等，利用兩種狀態下的光譜學特徵進行復性情況的檢測，但一般只用於復性研究中的過程檢測。
3、色譜方法：如IEX、RP-HPLC、CE等，由於兩種狀態的蛋白色譜行為不同。
4、生物學活性及比活測定：一般用細胞方法或生化方法進行測定，較好的反映了復性蛋白的活性，值得注意的是，不同的測活方法測得的結果不同，而且常常不能完全反映體內活性。
5、黏度和濁度測定：復性後的蛋白溶解度增加，變性狀態時由於疏水殘基暴露，一般水溶性很差，大多形成可見的沉澱析出。
6、免疫學方法：如ELISA、WESTERN等，特別是對結構決定簇的抗體檢驗，比較真實的反映了蛋白質的折疊狀態。 1、MHCⅡ JBC 269(47）：1994
增溶：16-40mg Protein,8MGdnHCl,16-32mM DTT,1mM EDTA,50mM Tris pH8.037度1hr.
復性：8-16fold dilution to1-5mg/ml Protein.
2、增溶：10mM DTT,0.1%SDS,25mM Tris,200mMGlucine pH8.5.
復性：10倍稀釋到10mM DTT,2mMDodOMalt(dodecyl-beta-D-maltoside),150mMNaCl,10mMTris pH8.0.對起始緩沖液密閉透析16hr，開口透析8hr，對150mMNaCl,10mM Tris pH8.0透析48hr。
3、Bovine Prethrombin-2,JBC 270⑴：1990 四對二硫鍵。
增溶：7M GdnHCl,10mMTris pH8.0,1mM EDTA 4mg/ml.
復性：稀釋到100mM Na2HPO4,2 mM EDTA,0.1% PEG,0-4M GdnHCl,0.1 mM GSSG,0.2 mM GSH,pH7.4,0.025 mg/ml Protein.RT 24hr.對4L 25mM sodiumphosphate,2mM EDTA,0.1%PEG,pH7.4 透析3次，溫度4度。 一般說來，復性液的體積較大，為了減少處理體積，在進行柱純化以前可以先進行硫酸銨沉澱，沉澱在低速離心收集後復溶的鹽濃度較高，可以直接進行HIC純化，目標峰經適當稀釋後（cond<5mS/cm）進行IEX純化，然後通過SEC脫鹽，更換緩沖液，除菌過濾後，在質量合格的情況下便可以進入制劑階段。
當然在復性濃度較高的情況下，也可以直接將復性液進行IEX純化，優點是在純化的同時進行體積的濃縮，為以後的精製創造條件。
從生產的角度看，由於每增加一步純化工序便降低很多收率，所以可過兩到三次柱純化，工藝越簡單越有利於收率的提高。當然這只是一個一般的原則，對於純度要求較高的產品如重組人白蛋白，不得不進行多次純化。 1. 真核細胞表達外源蛋白質的缺點
一些蛋白質需要翻譯後的修飾，如糖基化，則必須選用真核細胞。但是無論是正在臨床的還是市場上的蛋白質葯物，主要的是以大腸桿菌作為宿主細胞。
1982年第一次選用大腸桿菌作為表達重組DNA的宿主細胞，表達的產物是人胰島素。選擇原核細胞作為表達載體，因為真核細胞表達外源蛋白質有其缺點：⑴真核細胞的天然蛋白質的表達和外源蛋白質的表達，表達量相當少，即使有的蛋白質表達量高時，容易出現蛋白質的無活性的現象，或者形成聚集體；而原核細胞表達的蛋白質量比真核細胞大很多；
⑵相對於大腸桿菌，人類對於真核細胞的基因的了解還是有限的，而對大腸桿菌的基因了解的相當透徹，並能進行熟練的基因重組等操作對大腸桿菌的基因進行改造；
⑶真核細胞生長到高密度需要更長的時間（7天左右），並且細胞的最終濃度低，所以需要較大的培養容器，而大腸桿菌可以在幾個h以內達到108cells/mL；
⑷動物細胞生長的培養液的造價較高，並且大部分使用血清作為生長液的添加劑，從而提高了產品的造價並且不利於以後的純化步驟；
⑸原核細胞的堅硬的細胞壁，可以使用簡單的攪拌的方法完成傳熱、傳質過程，而大部分的真核細胞需要溫和的培養方法及復雜的操作以達到其對培養基的要求。
基於以上的原因，真核細胞尤其是哺乳動物細胞表達外源蛋白質大部分處在研究階段，大部分重組蛋白質使用的表達載體是大腸桿菌細胞。大腸桿菌表達的外源蛋白質量相當大，有時達到細胞內蛋白質總量的5-20%，甚至達到50%以上。但是，大腸桿菌表達的蛋白質，當含量相當大時，有時由於原核細胞缺少分泌到胞外的機制或者折疊的機制，最後表達的蛋白質往往以無活性的包涵體的形式存在。
2. 包涵體表達蛋白質的優越性
為了研究基因的功能，可以把體內的基因轉移到其他表達宿主中，研究基因表達性狀以確定基因的功能。但是，外源基因的表達，特別是真核生物基因在大腸桿菌中的表達，由於宿主菌缺乏此種基因表達的調控機制，細胞內的化學環境與其天然環境差異，如氧化還原環境、胞內pH、自由水的濃度，以及外源基因的導入，使得表達目的蛋白質的細胞在非正常狀態下生長，表達的蛋白質多數以無活性的包涵體的形式存在。
在下游生產過程中特別是在醫葯生產中，以包涵體形式表達的蛋白質具有一些優越性。
⑴ 異源表達的蛋白質很容易被宿主細胞內的蛋白質酶降解，如果重組蛋白質以包涵體形式表達，由於包埋了酶攻擊的位點，可以最大限度地抵抗蛋白質酶的攻擊；
⑵ 包涵體表達的蛋白質沒有活性，細胞破碎和以後的純化步驟不用考慮蛋白質的失活問題；
⑶ 包涵體形式表達的蛋白質與宿主細胞的其他蛋白質的分離比可溶蛋白質的分離方法簡便，造價低，使用簡單的離心或者過濾的手段就能使包涵體與宿主細胞的其他蛋白質成分進行有效的分離；
⑷ 有些表達的外源蛋白質對細胞有毒性或者致死，大量表達時會導致細胞的死亡，最終的細胞數量和產物相當低；而包涵體形式的蛋白質由於喪失了生物活性從而可以高效大量地表達；
⑸ 對於以包涵體形式表達的產物可以比較容易進行在線觀測定性，含有包涵體蛋白質的細胞有較大的折射率，不必像可溶的蛋白質需要細胞破碎後使用酶學或者電泳學的方法進行鑒定。
包涵體的形成和蛋白質在等電點或者高鹽情況下的沉澱是不同的。在沉澱過程中，分子是通過分子表面的相互作用而形成的分子的聚集，無論在聚集的沉澱狀態還是在天然狀態，沒有明顯的構象的變化。因此，當溶液中的pH重新改變，或者沉澱重新溶解的時候，蛋白質的結構和活性會重新獲得。蛋白質的包涵體形式的聚集則不同於蛋白質的沉澱，把包涵體蛋白質直接溶解在天然的緩沖液中得不到天然的構象，無活性的聚集體與其天然活性形式之間沒有自然的平衡轉化的過程。包涵體的形成是由於范氏引力、疏水作用力和二硫鍵等作用力形成的，破壞這些作用力比較困難，溶解包涵體需要加入強的變性劑破壞多肽鏈之間的作用力，說明聚集體的多肽鏈之間的作用力遠遠大於普通的沉澱的分子間的作用力。當變性劑溶解的包涵體只是簡單地通過稀釋或者透析除去變性劑，而不是尋找合適的復性的條件的話，聚集體會重新形成，並且，不同於沉澱溶解的100%的活性的保留，包涵體的復性水平往往很低。所以，蛋白質沉澱是活性的天然蛋白質之間的作用力形成的，而包涵體的形成是在細胞內新合成的蛋白質肽鏈中間體而形成的，體外折疊時的聚集體是折疊過程中折疊中間體形成的。這些折疊的中間體並不一定是形成高級天然結構的中間體，從天然結構也不能推論出折疊中間體的構象。
Ⅱ DTT溶液怎麼配 用於蛋白質凝膠電泳的上樣buffer
1、1mol/lDDT溶液配製方法:用20ml
0.01mol/L乙酸薯嫌運鈉溶液（pH5.2）溶解3.09g
DTT，過濾除菌後分數梁裝成1ml小份貯存於-20℃。
注意者明：DTT或含有DTT的溶液不能進行高壓處理。
2、SDS-樣品緩沖液：SDS100mg,巰基乙醇0.1ml,甘油1ml,溴酚藍2mg,加入0.2mol/lpH7.2磷酸鹽緩沖液0.5ml溶解；
Ⅲ 固體試劑配製公式
以近似認為c(mol/L) =b(mol/kg) 計算
132種常用試劑配置方法，可謂是史上最全，可收藏，可復制，可索取。
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常用緩沖液1、1M Tris-HCl；2、1.5 M Tris-HCl；3、10×TE Buffer；4、3 M 醋酸鈉；5、PBS Buffer；6、10 M醋酸銨 7、Tris- HCl平衡苯酚 8、苯酚/氯仿/異戊醇9、10％（W/V）SDS 10、2N NaOH11、2.5 N HCl 12、5 M NaCl 13、20％（W/V）Glucose14、Solution I15、Solution II 16、Solution III17、0.5M EDTA 18、1 M DTT 19、10mM ATP
Ⅳ 含二硫鍵蛋白加多少DTT
含二硫鍵蛋白加1-2mMDTT。
DTT是一種硫醇碼旁還原劑，當其濃度達到50mM時可促進大多數蛋白的半胱氨酸殘基被還原。一般1-2mM起到保護蛋白－SH的作用，10mM以上就可以破壞已經形成的二硫鍵。
還原劑可以使蛋白質的二硫鍵打開，比如2-巰基乙醇（beta-ME）、二硫蘇糖醇（DTT），二硫鍵是2個-SH基被氧化而形成的-S-S-形式的硫原子間的鍵。
功能
二硫鍵與蛋白質高級結構的生物活性有關，同時與蛋白質的復性也有關聯。如核糖核酸酶A經巰基乙醇（還原劑）和尿素（蛋白質變性劑）處理後，發生變性作用，4對二硫鍵斷裂，多肽鏈伸展開來，高級結構發生變化，失明模配去生物活性。
如果用透析法將大量還原劑和變性劑除去，在微量還原劑存在下，4對二硫鍵在原來的位置重新形成，伸展開的多肽肽鏈會自發折疊成天然構象，生激指物活性得到恢復。此試驗也證明蛋白質高級結構的信息存在於一級結構中。
以上內容參考：網路-二硫鍵
Ⅳ 在SDS-PAGE中,用碘乙醯胺處理樣品的大致步驟是什麼,有什麼特別注意的沒有
樣品首猜皮先穗凳差與粗敏10mM DTT 56度反應15min左右,加入IAM2.5%15min,之後95度煮沸上樣可
Ⅵ dtt能再次把烷基化化的多肽蛋白還原嗎
有還原烷基化蛋白質消化操作流程
1. 將所選擇的膠點用1.5mm切膠筆切下，置於eppendorf (EP) 管或96孔PCR板
中,並記錄點號及相應的位置；
2. 加50μL DD.H2O 洗兩次，10min/次；
3. 加50 mM NH4HCO3/乙腈=1：1溶液50μL，超聲脫色5min或37℃脫色20min，
吸干；
4. 重復步驟3，直至藍色褪去；
5. 加乙腈50μL脫水至膠粒完全變白，真空抽干5min；
6. 加10 mM 二硫蘇糖醇DTT（10μL 1M DTT，990μL 25mM NH4HCO3配製） 20
μL，56℃水浴1hr；（1.54mg/ml）
7. 冷卻到室溫後，吸干，快速加55 mM 碘代乙醯胺IAM （55μL 1M IAM，945
μL 25mM NH4HCO3配製）20μL，置於暗室45min； （10.2mg/ml）
8. 依次用25 mM NH4HCO3、50％乙腈溶液和乙腈洗，乙腈脫水到膠粒完全變白為
止，真空抽干5min；
9. 將0.1μg/μL的trypsin酶儲液以25 mM NH4HCO3稀釋10倍，每EP管加2μL，
稍微離心一下，讓酶液充分與膠粒接觸，4℃或冰上放置30min，待溶液被膠塊完全吸收，加25mM NH4HCO3 10-15μL置37℃，消化過夜；
10. 加入2%TFA（三氟乙酸）終止反應，使TFA終濃度為0.1％，振盪混勻，離心。
說明:
1.每加一次溶液都要漩渦振盪，膠粒要完全浸沒在溶液中，進行下一步操作前要把溶液吸走。
2．如果膠粒超過1.5mm3,把膠粒分成約為1.5mm3大小再進行脫色，使用的各種溶液櫻枝的量也相應增加。
3．實驗過程中一定要注意使用的溶液和器具的潔凈，防止角蛋白污染，並戴口罩和帽子。
4．銀染蛋白質點膠內消化不要脫色，步驟3、4省略, 如果需要脫色，使用100mM Na2S2O3與30mM K3Fe（CN）6 1：1混合溶液拿畢，脫色後用水洗到膠顏色透明為止。
需要准備的試劑：
乙腈，碳酸氫銨，DTT，IAM，trypsin，TFA，水
Digest SOP
雙向電泳考脊敏敏染點無還原烷基化膠內消化操作流程
1．將所選擇的膠點用1.5mm切膠筆切下，置於eppendorf (EP) 管或96孔PCR板
中, 並記錄點號及相應的位置；
2．加30μL DD.H2O 洗兩次，10min/次；
3． 加50 mM NH4HCO3/乙腈=1：1溶液30μL，超聲脫色5min或37℃脫色20min，吸干；
4．重復步驟3，直至藍色褪去；
5．加乙腈30μL脫水至膠粒完全變白，真空抽干5min；
6．將0.1μg/μL的酶儲液以25 mM NH4HCO3稀釋10倍，每EP管加2μL，稍微離心一下，讓酶液充分與膠粒接觸，4℃或冰上放置30min，待溶液被膠塊完全吸收，加25mM NH4HCO3 10-15μL置37℃，消化過夜；
7．加入2%TFA終止反應，使TFA終濃度為0.1％，振盪混勻，離心。
說明:
1. 每加一次溶液都要漩渦振盪，膠粒要完全浸沒在溶液中，進行下一步操作前要把溶液吸走。
2．如果膠粒超過1.5mm3,把膠粒分成約為1.5mm3大小再進行脫色，使用的各種溶液的量也相應增加。
3．實驗過程中一定要注意使用的溶液和器具的潔凈，防止角蛋白污染，並帶口罩和帽子。
Digest SOP
全蛋白溶液消化操作規程
一、 試劑：
1．變性緩沖液：6M Guanidine-HCl，50mM Tris-HCl,(pH8.0)或6-8M 尿素，50mM
Tris-HCl,(pH8.0)
2．1M DTT
3．1M IAM
4．50mM NH4HCO3(pH7.8)
5．Trypsin酶
二、 操作步驟：
1．將蛋白溶解於6M Guanidine-HCl或6-8M 尿素或0.1% SDS, 50mM
Tris-HCl,(pH8.0);
2．往溶液中加入1M DTT至終濃度2-5mM;
3．95℃加熱15-20min或者60℃加熱45-60min，冷卻至室溫；
4．加入1M IAM至終濃度10-25mM，室溫暗處孵育45min；
5．加入50mM NH4HCO3(pH7.8)稀釋Guanidine-HCl或尿素至終濃度不超過1M；
6．按Trypsin酶與底物蛋白的量之比在1：20-1：100之間，加入酶液，37℃孵
育8-12Hr;
7．再次加入同等劑量的Trypsin酶溶液，室溫孵育24Hr；
8．加入2%的甲酸（FA）到終濃度0.1%終止反應；
9．濃縮樣品到合適的體積。
注意事項：
1．樣品中避免存在以下常見的胰蛋白酶抑制劑
Antipain (50µg/ml), antithrombin (1unit/ml), APMSF (0.01–0.04mg/ml), aprotinin
(0.06–2µg/ml), leupeptin (0.5µg/ml), PMSF (17–170µg/ml), TLCK (37–50µg/ml),
trypsin inhibitors (10–100µg/ml).
Digest SOP
SDS-PAGE蛋白質條帶消化操作流程
1. 將所選擇的膠條用手術刀片切下，置於eppendorf (EP) 管中,並記錄條帶號及相
應的位置；
2. 把條帶切成2mm3大小；
3. 加200μL DD.H2O 洗兩次，10min/次；
4. 加50 mM NH4HCO3/乙腈=1：1溶液200μL，超聲脫色5min或37℃脫色20min，
吸干；
5. 重復步驟4，直至藍色褪去；
6. 加乙腈200μL脫水至膠粒完全變白，真空抽干5min；
7. 加10 mM DTT（10μL 1M DTT，990μL 25mM NH4HCO3配製） 50μL，56℃
水浴1hr； (10mM DTT 1.54mg/ml)
8. 冷卻到室溫後，吸干，快速加55 mM IAM （55μL 1M IAM，945μL 25mM
NH4HCO3配製）50μL，置於暗室45min； (55mM IAM 10.2mg/ml)
9. 依次用25 mM NH4HCO3、50％乙腈溶液和乙腈洗，乙腈脫水到膠粒完全變白為
止，真空抽干5min；
10. 將0.1μg/μL的酶儲液以25 mM NH4HCO3稀釋10倍，每EP管加40μL，稍微
離心一下，讓酶液充分與膠粒接觸，4℃或冰上放置30min，待溶液被膠塊完全吸收，吸走多餘的酶液，加25mM NH4HCO3 30-45μL置37℃，消化過夜；
11. 加入2%甲酸FA終止反應，使FA終濃度為0.1％，振盪混勻，離心；
12. 取出溶液轉到新的EP管，加50ul 60%ACN含0.1%FA的溶液超聲20min萃取，
合並溶液；
13. 溶液真空乾燥；
14. 加入0.1%FA的水溶液20ul溶解多肽。
說明:
1.每加一次溶液都要漩渦振盪，膠塊要完全浸沒在溶液中，進行下一步操作前要把溶液吸走。
2．實驗過程中一定要注意使用的溶液和器具的潔凈，防止角蛋白污染，並帶口罩和帽子。
3. 酶液不要反復凍融。
4. 銀染不用脫色，可以減少第4，第5步，如果想要脫色，可以用30mM K3Fe(CN)6與100mM的溶液1：1混合，銀顏色褪去後，用25mM NH4HCO3溶液洗到膠顏色透明，
接著第6步。
5. 如果用MALDI檢測，第14步加入0.1%TFA的水溶液5-10ul溶解多肽。
Ⅶ 1M的DTT怎麼配
在二硫蘇糖醇5g的原裝瓶中加32.4ml水，分成小份貯存於-20℃。
或轉移100mg的二硫蘇糖醇至微量離心管，加0.65ml的水配製成1mol/L二硫蘇糖醇溶液。