『壹』 試劑盒提耳朵組織dna有rna污染是什麼原因
有的。你提取的RNA有DNA污染，那麼反轉錄以後的cDNA也就有基因組DNA污染，這樣，你擴增cDNA或者做qPCR，都會出現雜帶或非特異性擴增，對實驗結果不好。所以一般吸取RNA上清液的時候，寧可浪費點RNA也不要混雜有下層的DNA。
『貳』 轉錄組reads比對到其它物種的比例多高算污染
即測序所產reads參考基組比所佔比例比率越高說明數據利用率越高般情況看參考基組情況測序質量般70%都接受
『叄』 細菌RNA試劑盒提完後有DNA污染，怎麼去除
細菌RNA試劑盒提完後有DNA污染，去除DNA的方法：
做普通pcr，看看條帶對不對。
DNase I 處理，酚氯仿抽，然後isopropanol沉澱，DEPC水溶。
不需專門滅火，因為在反轉錄前有一個步驟是加熱變性。一般是75度5min 後面取不超過40%反轉錄體積的RNA用於反轉錄，但反轉錄前最好檢測一下RNA質量，免得浪費反轉錄酶。
但是，這樣做的前提的，RNA提得要好，濃度要高，這樣免得RNA降解到不能用了。因為在有二價陽離子的（DNAseI buffer含有）情況下，RNA在60度以上時必然發生非酶促降解。
『肆』 轉錄組數據和實時定量相反怎麼辦
結果不一致的可能原因
1
比對關系
樣品的比對關系搞反了（A vs B）導致了結果相反
2
樣本批次
沒有用同一批次樣本做轉錄組和qPCR導致了結果差異
3
樣本污染
樣品存在rRAN污染或者其他物種污染導致了轉錄組中的FPKM計算有誤
4
基因表達量（FPKM）偏低
做qPCR驗證的基因表達量（FPKM）偏低，差異不顯著且意義不大
5
人為因素
可能因為個人在操作qPCR的過程中導致了結果的差異
6
技術手段差異
qPCR和轉錄組兩種技術本身存在一定的差異，所以在一定的范圍內結果不一致也可接受，具體情況需要看期刊的審稿人的意見
『伍』 轉錄組數據分析問題求教
首先您做的事晶元呢?還是轉錄組測序呢?
晶元我不是太了解,可能是封閉系統,目前看對於發現新轉錄本不是很有利.
若是做轉錄組測序,首先去除污染序列,然後片段重疊.然後將將每一個read定位到基因組,取得GO值,功能注釋,轉錄水平評估,功能富集及pathway分析,若對新發現的轉錄本感興趣還可以做轉錄本的功能預測及細胞定位.希望有高手來評價---說的不對的盡管指出.
希望採納不足可追問
『陸』 如何預防PCR實驗的DNA污染
首先，rna不能用於pcr擴增的模板，因此有rna污染的dna不會影響擴增；其次，rt-pcr指的是從rna反轉錄成dna再進行擴增的過程，因此，不存在rna污染dna的說法，只有後者污染前者的說法。
『柒』 rna-seq 污染排查為什麼會出現其他物種
首先可能是因為操作過程中出現污染，取樣，提RNA，建庫中，微生物或者蟲子什麼的物種混入了你的樣本中。
如果你是比對到資料庫發現有比對到其他物種的序列，可能只是因為同源基因或者片段，段序列測序很容易比對到相近物種的同源片段上。
『捌』 轉錄組入門(3)：了解fastq測序數據
來源還是 生信技能樹 。
高通量測序產生的海量數據都是經過壓縮再上傳的，目前比sra更好的壓縮方式也正在研究中。首先把sra文件轉換成人可讀的fastq格式：
--gzip 輸出gz壓縮格式 --split-3 對PE reads使用
首先看下fastq數據前幾行了解數據大概內容。因為是PE測序，所以兩個文件都分別看下 zcat SRR3589959_1.fastq.gz |head -n 8 和 zcat SRR3589959_2.fastq.gz |head -n 8 。
可以看出fastq數據每條read的記錄由4行組成：
其中
HWUSI-EAS100R 設備名
6 flowcell lane（流動槽泳道號）
73 tile number within the flowcell lane（泳道區塊號）
941 『x』-coordinate of the cluster within the tile（區塊上x坐標）
1973 『y』-coordinate of the cluster within the tile（區塊上y坐標）
#0 index number for a multiplexed sample (0 for no indexing)
/1 the member of a pair, /1 or /2 (paired-end or mate-pair reads only)
ls *.fastq.gz |xargs fastqc -t 6
結果如下：
其中綠色表示檢測通過，黃色為警告，紅色為未通過。如圖Per base sequence content因為前15個鹼基分布異常而未通過檢測，可能存在序列污染或者接頭沒去干凈。一般mRNA測序數據的鹼基分布都是比較均一平行的，而 ChIP-seq、RIP-seq則可能出現比較大的鹼基分布偏好 。
根據最後三項檢測可以進一步分析是否有污染或者沒去干凈的接頭序列存在。
『玖』 在提取總RNA和反轉錄的過程中，如何避免RNase的污染
實驗用到的試劑和耗材如指管和移液槍頭都要求是無RNase污染的，或者DEPC處理過的（注意含Tris的溶液不能直接用0.1%DEPC處理，詳見Tips）。戴手套，不小心接觸各種表面後，比如桌面啊，冰箱把手啊，門啊什麼的，要勤換手套。
生物通ebioTips 3：DEPC（Diethyl pyrocarbonate）是強RNAse抑制劑。0.1%DEPC處理溶液或者器皿表面，可以通過共價修飾使RNase失活。DEPC按照0.1：100的比例加入試劑中，37度保溫12小時，高溫消毒15分鍾可以除去DEPC殘留，最後得到DEPC處理過的溶液，這個濃度對於一般的實驗室內去RNase污染處理已經足夠，對於RNase特別高的溶液則可能需要提高DEPC處理濃度。但是DEPC會和Tris的氨基反應而降解，失去滅活RNase的能力，所以不能用0.1% DEPC直接處理含有Tris的溶液。通常可以改用DEPC處理過的水來配置Tris溶液。已經配好的含Tris的溶液，可以用1%的DEPC處理以滅活RNase。不過過高的DEPC殘留可能會影響後繼實驗。
生物通ebioTips 4：溶液殘留的痕量DEPC會通過羧甲基化修飾RNA嘌呤基團，羧甲基化修飾RNA在無細胞體系中翻譯效率非常低。不過除非大量的嘌呤基團被修飾，通常這種羧甲基化修飾RNA和DNA或者RNA之間的雜交性不受明顯影響。所以，對於0.1%的DEPC，一定要100度加熱處理15分鍾以上去除溶液中的DEPC，再進行RNA相關實驗。（節選）
DEPC溶液主要用於處理容器和溶液中的RNase，對於工作台，加樣器等較大面積的表面處理，一些去除環境中RNA酶污染的輔助產品更加適合，雖然不是必需的，可要幫助實驗室嚴防死守RNase，還是挺好用的。RNA干擾屬於探索性的研究，萬一得不到預期的結果，到底是由於環境污染破壞還是由於實驗設計上的問題，分析起來可就麻煩了，因小失大，耽誤文章發表，甚至丟掉唾手可得的成果，豈不冤哉？
Ambion公司的RNaseZap和RNaseZap Wipes：一種含有3種有效成分的溶液，接觸表面同時就能立即滅活RNase，對於不適宜烘乾或者消毒的表面處理，比如工作台桌面，加樣槍表面，或者其他玻璃表面、塑料表面，非常方便，噴一噴，擦一擦，輕輕鬆鬆除RNase。
RNaseZap還可以用來處理指管表面，去除RNAse污染的同時也不會殘留影響酶切反應的殘基。RNaseZap有多貴？250ml要825（不能稀釋的），4升7722人民幣（2007年公開報價）。Wipes就類似浸透RNaseZap的濕巾，一筒100張，報價908。每次揪一張出來，直接擦拭表面就行，特方便，特適合工作台，加樣槍，手套，門把手，電泳槽什麼的。3筒補充裝要2063。用一次要6塊多到9塊錢，不過與其出了問題花更多的試劑和精力去重復勞動來彌補漏洞，還不如一開始花費少點來預防。
生物通ebioTips 5：如何維持實驗室無RNase污染？
• 經常定期處理各種表面，防止RNase污染。
• 實驗全程戴手套，一旦手套觸及其他
• 表面立即更換。
• 加樣槍專用，
• 選擇無RNase污染的指管槍頭和試劑
• 減少RNA實驗區通風或者空氣流動
『拾』 對於宏轉錄組項目，怎麼排除宿主污染
取樣時，盡量不要取靠近組織的部位；提取的時候採用相應的試劑盒；若有參考基因組，可通過比對分析去除宿主基因組污染。