‘壹’ 试剂盒提耳朵组织dna有rna污染是什么原因
有的。你提取的RNA有DNA污染，那么反转录以后的cDNA也就有基因组DNA污染，这样，你扩增cDNA或者做qPCR，都会出现杂带或非特异性扩增，对实验结果不好。所以一般吸取RNA上清液的时候，宁可浪费点RNA也不要混杂有下层的DNA。
‘贰’ 转录组reads比对到其它物种的比例多高算污染
即测序所产reads参考基组比所占比例比率越高说明数据利用率越高般情况看参考基组情况测序质量般70%都接受
‘叁’ 细菌RNA试剂盒提完后有DNA污染，怎么去除
细菌RNA试剂盒提完后有DNA污染，去除DNA的方法：
做普通pcr，看看条带对不对。
DNase I 处理，酚氯仿抽，然后isopropanol沉淀，DEPC水溶。
不需专门灭火，因为在反转录前有一个步骤是加热变性。一般是75度5min 后面取不超过40%反转录体积的RNA用于反转录，但反转录前最好检测一下RNA质量，免得浪费反转录酶。
但是，这样做的前提的，RNA提得要好，浓度要高，这样免得RNA降解到不能用了。因为在有二价阳离子的（DNAseI buffer含有）情况下，RNA在60度以上时必然发生非酶促降解。
‘肆’ 转录组数据和实时定量相反怎么办
结果不一致的可能原因
1
比对关系
样品的比对关系搞反了（A vs B）导致了结果相反
2
样本批次
没有用同一批次样本做转录组和qPCR导致了结果差异
3
样本污染
样品存在rRAN污染或者其他物种污染导致了转录组中的FPKM计算有误
4
基因表达量（FPKM）偏低
做qPCR验证的基因表达量（FPKM）偏低，差异不显着且意义不大
5
人为因素
可能因为个人在操作qPCR的过程中导致了结果的差异
6
技术手段差异
qPCR和转录组两种技术本身存在一定的差异，所以在一定的范围内结果不一致也可接受，具体情况需要看期刊的审稿人的意见
‘伍’ 转录组数据分析问题求教
首先您做的事芯片呢?还是转录组测序呢?
芯片我不是太了解,可能是封闭系统,目前看对于发现新转录本不是很有利.
若是做转录组测序,首先去除污染序列,然后片段重叠.然后将将每一个read定位到基因组,取得GO值,功能注释,转录水平评估,功能富集及pathway分析,若对新发现的转录本感兴趣还可以做转录本的功能预测及细胞定位.希望有高手来评价---说的不对的尽管指出.
希望采纳不足可追问
‘陆’ 如何预防PCR实验的DNA污染
首先，rna不能用于pcr扩增的模板，因此有rna污染的dna不会影响扩增；其次，rt-pcr指的是从rna反转录成dna再进行扩增的过程，因此，不存在rna污染dna的说法，只有后者污染前者的说法。
‘柒’ rna-seq 污染排查为什么会出现其他物种
首先可能是因为操作过程中出现污染，取样，提RNA，建库中，微生物或者虫子什么的物种混入了你的样本中。
如果你是比对到数据库发现有比对到其他物种的序列，可能只是因为同源基因或者片段，段序列测序很容易比对到相近物种的同源片段上。
‘捌’ 转录组入门(3)：了解fastq测序数据
来源还是 生信技能树 。
高通量测序产生的海量数据都是经过压缩再上传的，目前比sra更好的压缩方式也正在研究中。首先把sra文件转换成人可读的fastq格式：
--gzip 输出gz压缩格式 --split-3 对PE reads使用
首先看下fastq数据前几行了解数据大概内容。因为是PE测序，所以两个文件都分别看下 zcat SRR3589959_1.fastq.gz |head -n 8 和 zcat SRR3589959_2.fastq.gz |head -n 8 。
可以看出fastq数据每条read的记录由4行组成：
其中
HWUSI-EAS100R 设备名
6 flowcell lane（流动槽泳道号）
73 tile number within the flowcell lane（泳道区块号）
941 ‘x’-coordinate of the cluster within the tile（区块上x坐标）
1973 ‘y’-coordinate of the cluster within the tile（区块上y坐标）
#0 index number for a multiplexed sample (0 for no indexing)
/1 the member of a pair, /1 or /2 (paired-end or mate-pair reads only)
ls *.fastq.gz |xargs fastqc -t 6
结果如下：
其中绿色表示检测通过，黄色为警告，红色为未通过。如图Per base sequence content因为前15个碱基分布异常而未通过检测，可能存在序列污染或者接头没去干净。一般mRNA测序数据的碱基分布都是比较均一平行的，而 ChIP-seq、RIP-seq则可能出现比较大的碱基分布偏好 。
根据最后三项检测可以进一步分析是否有污染或者没去干净的接头序列存在。
‘玖’ 在提取总RNA和反转录的过程中，如何避免RNase的污染
实验用到的试剂和耗材如指管和移液枪头都要求是无RNase污染的，或者DEPC处理过的（注意含Tris的溶液不能直接用0.1%DEPC处理，详见Tips）。戴手套，不小心接触各种表面后，比如桌面啊，冰箱把手啊，门啊什么的，要勤换手套。
生物通ebioTips 3：DEPC（Diethyl pyrocarbonate）是强RNAse抑制剂。0.1%DEPC处理溶液或者器皿表面，可以通过共价修饰使RNase失活。DEPC按照0.1：100的比例加入试剂中，37度保温12小时，高温消毒15分钟可以除去DEPC残留，最后得到DEPC处理过的溶液，这个浓度对于一般的实验室内去RNase污染处理已经足够，对于RNase特别高的溶液则可能需要提高DEPC处理浓度。但是DEPC会和Tris的氨基反应而降解，失去灭活RNase的能力，所以不能用0.1% DEPC直接处理含有Tris的溶液。通常可以改用DEPC处理过的水来配置Tris溶液。已经配好的含Tris的溶液，可以用1%的DEPC处理以灭活RNase。不过过高的DEPC残留可能会影响后继实验。
生物通ebioTips 4：溶液残留的痕量DEPC会通过羧甲基化修饰RNA嘌呤基团，羧甲基化修饰RNA在无细胞体系中翻译效率非常低。不过除非大量的嘌呤基团被修饰，通常这种羧甲基化修饰RNA和DNA或者RNA之间的杂交性不受明显影响。所以，对于0.1%的DEPC，一定要100度加热处理15分钟以上去除溶液中的DEPC，再进行RNA相关实验。（节选）
DEPC溶液主要用于处理容器和溶液中的RNase，对于工作台，加样器等较大面积的表面处理，一些去除环境中RNA酶污染的辅助产品更加适合，虽然不是必需的，可要帮助实验室严防死守RNase，还是挺好用的。RNA干扰属于探索性的研究，万一得不到预期的结果，到底是由于环境污染破坏还是由于实验设计上的问题，分析起来可就麻烦了，因小失大，耽误文章发表，甚至丢掉唾手可得的成果，岂不冤哉？
Ambion公司的RNaseZap和RNaseZap Wipes：一种含有3种有效成分的溶液，接触表面同时就能立即灭活RNase，对于不适宜烘干或者消毒的表面处理，比如工作台桌面，加样枪表面，或者其他玻璃表面、塑料表面，非常方便，喷一喷，擦一擦，轻轻松松除RNase。
RNaseZap还可以用来处理指管表面，去除RNAse污染的同时也不会残留影响酶切反应的残基。RNaseZap有多贵？250ml要825（不能稀释的），4升7722人民币（2007年公开报价）。Wipes就类似浸透RNaseZap的湿巾，一筒100张，报价908。每次揪一张出来，直接擦拭表面就行，特方便，特适合工作台，加样枪，手套，门把手，电泳槽什么的。3筒补充装要2063。用一次要6块多到9块钱，不过与其出了问题花更多的试剂和精力去重复劳动来弥补漏洞，还不如一开始花费少点来预防。
生物通ebioTips 5：如何维持实验室无RNase污染？
• 经常定期处理各种表面，防止RNase污染。
• 实验全程戴手套，一旦手套触及其他
• 表面立即更换。
• 加样枪专用，
• 选择无RNase污染的指管枪头和试剂
• 减少RNA实验区通风或者空气流动
‘拾’ 对于宏转录组项目，怎么排除宿主污染
取样时，尽量不要取靠近组织的部位；提取的时候采用相应的试剂盒；若有参考基因组，可通过比对分析去除宿主基因组污染。